Transgeneza roślin i zwierząt
2600-IG-TBIOL-3-S1
Przedmiot realizowany jest w formie ćwiczeń.
Na ćwiczeniach będą poruszane zagadnienia związane z etapami tworzenia roślin i zwierząt transgenicznych. Celem jest zrozumienie w jaki sposób uzyskuje się GMO o ulepszonych cechach.
Ćwiczenia
dr hab. J Wiśniewska (15 godz.)
1.Konstruowanie wektorów ułatwiających określenie lokalizacji i poziomu ekspresji wprowadzonych transgenów do roślin.
2. Pośrednie metody transformacji roślin. Transformacja roślin rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana) metodą floral-dip za pomocą Agrobacterium tumefaciens. Sterylizacja oraz selekcja transgenicznych nasion A. thaliana na pożywkach zawierających różne antybiotyki.
3.Bezpośrednie metody transformacji roślin oraz transformacja roślin tytoniu (Nicotiana tabacum) metodą krążków liściowych za pomocą Agrobacterium tumefaciens.
4.Analiza wydajności transformacji Arabidopsis thaliana metodą floral-dip za pomocą Agrobacterium tumefaciens oraz przeniesienie transformantów do kultury in vivo.
5 Geny reporterowe: GUS i GFP- jako narzędzia wizualnej lokalizacji ekspresji wprowadzonych transgenów. Analiza lokalizacji i poziomu ekspresji genów u wybranych roślin transgenicznych, zawierających gen reporterowy GUS i GFP. Kolokwium (ćwiczenia od 1 do 4)
dr hab. R. Lenartowski (15 godz.)
6. Izolacja i oczyszczanie DNA plazmidowego niosącego sekwencję kasety
7. Przygotowanie sekwencji kasety do procesu rekombinacji – restrykcja DNA plazmidowego, elektroforetyczny rozdział fragmentów restrykcyjnych, izolacja sekwencji kasety z żelu
8. Rekombinacja in vivo sztucznego chromosomu bakteryjnego w szczepie E. coli EL350 – indukcja procesu rekombinacji, elektroporacja sekwencji kasety do bakterii, hodowla i selekcja rekombinantów
9. Identyfikacja zrekombinowanych sztucznych chromosomów bakteryjnych metodą PCR
10. Elektroforetyczny rozdział produktów PCR. Interpretacja otrzymanych wyników. Przedstawienie innych metod identyfikacji zrekombinowanych sekwencji DNA.
Ćwiczenia laboratoryjne będę obejmować wstęp teoretyczny do ćwiczeń – (w formie prezentacji multimedialnej), omówienie poszczególnych metod, dyskusję. Studenci będą wykonywać eksperymenty zgodnie z instrukcją do ćwiczeń w 2-3 osobowych zespołach w obecności prowadzącego zajęcia. Po wykonanym eksperymencie studenci omawiają i analizują uzyskane wyniki.
|
W cyklu 2022/23L:
Na ćwiczeniach będą poruszane zagadnienia związane z etapami tworzenia roślin i zwierząt transgenicznych. Celem jest zrozumienie w jaki sposób uzyskuje się GMO o ulepszonych cechach.
Ćwiczenia: 2 x 5 ćw x 2,25 godz
dr hab. J Wiśniewska
1.Konstruowanie wektorów ułatwiających określenie lokalizacji i poziomu ekspresji wprowadzonych transgenów do roślin.
2. Pośrednie metody transformacji roślin. Transformacja roślin rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana) metodą floral-dip za pomocą Agrobacterium tumefaciens. Sterylizacja oraz selekcja transgenicznych nasion A. thaliana na pożywkach zawierających różne antybiotyki.
3.Bezpośrednie metody transformacji roślin oraz transformacja roślin tytoniu (Nicotiana tabacum) metodą krążków liściowych za pomocą Agrobacterium tumefaciens.
4.Analiza wydajności transformacji Arabidopsis thaliana metodą floral-dip za pomocą Agrobacterium tumefaciens oraz przeniesienie transformantów do kultury in vivo.
5 Geny reporterowe: GUS i GFP- jako narzędzia wizualnej lokalizacji ekspresji wprowadzonych transgenów. Analiza lokalizacji i poziomu ekspresji genów u wybranych roślin transgenicznych, zawierających gen reporterowy GUS i GFP. Test (ćwiczenia od 1 do 4)
dr R. Lenartowski
6. Izolacja i oczyszczanie DNA plazmidowego niosącego sekwencję kasety
7. Przygotowanie sekwencji kasety do procesu rekombinacji – restrykcja DNA plazmidowego, elektroforetyczny rozdział fragmentów restrykcyjnych, izolacja sekwencji kasety z żelu
8. Rekombinacja in vivo sztucznego chromosomu bakteryjnego w szczepie E. coli EL350 – indukcja procesu rekombinacji, elektroporacja sekwencji kasety do bakterii, hodowla i selekcja rekombinantów
9. Identyfikacja zrekombinowanych sztucznych chromosomów bakteryjnych metodą PCR
10. Elektroforetyczny rozdział produktów PCR. Interpretacja otrzymanych wyników. Przedstawienie innych metod identyfikacji zrekombinowanych sekwencji DNA.
Test (ćwiczenia od 6 do 10)
Ćwiczenia laboratoryjne będę obejmować wstęp teoretyczny do ćwiczeń – (w formie prezentacji multimedialnej), omówienie poszczególnych metod, dyskusję. Studenci będą wykonywać eksperymenty zgodnie z instrukcją do ćwiczeń w 2-3 osobowych zespołach w obecności prowadzącego zajęcia. Po wykonanym eksperymencie studenci omawiają i analizują uzyskane wyniki.
|
W cyklu 2023/24L:
Na ćwiczeniach będą poruszane zagadnienia związane z etapami tworzenia roślin i zwierząt transgenicznych. Celem jest zrozumienie w jaki sposób uzyskuje się GMO o ulepszonych cechach.
Ćwiczenia: 2 x 5 ćw x 2,25 godz
dr hab. J Wiśniewska
1.Konstruowanie wektorów ułatwiających określenie lokalizacji i poziomu ekspresji wprowadzonych transgenów do roślin.
2. Pośrednie metody transformacji roślin. Transformacja roślin rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana) metodą floral-dip za pomocą Agrobacterium tumefaciens. Sterylizacja oraz selekcja transgenicznych nasion A. thaliana na pożywkach zawierających różne antybiotyki.
3.Bezpośrednie metody transformacji roślin oraz transformacja roślin tytoniu (Nicotiana tabacum) metodą krążków liściowych za pomocą Agrobacterium tumefaciens.
4.Analiza wydajności transformacji Arabidopsis thaliana metodą floral-dip za pomocą Agrobacterium tumefaciens oraz przeniesienie transformantów do kultury in vivo.
5 Geny reporterowe: GUS i GFP- jako narzędzia wizualnej lokalizacji ekspresji wprowadzonych transgenów. Analiza lokalizacji i poziomu ekspresji genów u wybranych roślin transgenicznych, zawierających gen reporterowy GUS i GFP. Test (ćwiczenia od 1 do 4)
dr R. Lenartowski
6. Izolacja i oczyszczanie DNA plazmidowego niosącego sekwencję kasety
7. Przygotowanie sekwencji kasety do procesu rekombinacji – restrykcja DNA plazmidowego, elektroforetyczny rozdział fragmentów restrykcyjnych, izolacja sekwencji kasety z żelu
8. Rekombinacja in vivo sztucznego chromosomu bakteryjnego w szczepie E. coli EL350 – indukcja procesu rekombinacji, elektroporacja sekwencji kasety do bakterii, hodowla i selekcja rekombinantów
9. Identyfikacja zrekombinowanych sztucznych chromosomów bakteryjnych metodą PCR
10. Elektroforetyczny rozdział produktów PCR. Interpretacja otrzymanych wyników. Przedstawienie innych metod identyfikacji zrekombinowanych sekwencji DNA.
Test (ćwiczenia od 6 do 10)
Ćwiczenia laboratoryjne będę obejmować wstęp teoretyczny do ćwiczeń – (w formie prezentacji multimedialnej), omówienie poszczególnych metod, dyskusję. Studenci będą wykonywać eksperymenty zgodnie z instrukcją do ćwiczeń w 2-3 osobowych zespołach w obecności prowadzącego zajęcia. Po wykonanym eksperymencie studenci omawiają i analizują uzyskane wyniki.
|
W cyklu 2024/25L:
Na ćwiczeniach będą poruszane zagadnienia związane z etapami tworzenia roślin i zwierząt transgenicznych. Celem jest zrozumienie w jaki sposób uzyskuje się GMO o ulepszonych cechach.
Ćwiczenia: 2 x 5 ćw x 2,25 godz
dr hab. J Wiśniewska
1.Konstruowanie wektorów ułatwiających określenie lokalizacji i poziomu ekspresji wprowadzonych transgenów do roślin.
2. Pośrednie metody transformacji roślin. Transformacja roślin rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana) metodą floral-dip za pomocą Agrobacterium tumefaciens. Sterylizacja oraz selekcja transgenicznych nasion A. thaliana na pożywkach zawierających różne antybiotyki.
3.Bezpośrednie metody transformacji roślin oraz transformacja roślin tytoniu (Nicotiana tabacum) metodą krążków liściowych za pomocą Agrobacterium tumefaciens.
4.Analiza wydajności transformacji Arabidopsis thaliana metodą floral-dip za pomocą Agrobacterium tumefaciens oraz przeniesienie transformantów do kultury in vivo.
5 Geny reporterowe: GUS i GFP- jako narzędzia wizualnej lokalizacji ekspresji wprowadzonych transgenów. Analiza lokalizacji i poziomu ekspresji genów u wybranych roślin transgenicznych, zawierających gen reporterowy GUS i GFP. Test (ćwiczenia od 1 do 4)
dr R. Lenartowski
6. Izolacja i oczyszczanie DNA plazmidowego niosącego sekwencję kasety
7. Przygotowanie sekwencji kasety do procesu rekombinacji – restrykcja DNA plazmidowego, elektroforetyczny rozdział fragmentów restrykcyjnych, izolacja sekwencji kasety z żelu
8. Rekombinacja in vivo sztucznego chromosomu bakteryjnego w szczepie E. coli EL350 – indukcja procesu rekombinacji, elektroporacja sekwencji kasety do bakterii, hodowla i selekcja rekombinantów
9. Identyfikacja zrekombinowanych sztucznych chromosomów bakteryjnych metodą PCR
10. Elektroforetyczny rozdział produktów PCR. Interpretacja otrzymanych wyników. Przedstawienie innych metod identyfikacji zrekombinowanych sekwencji DNA.
Test (ćwiczenia od 6 do 10)
Ćwiczenia laboratoryjne będę obejmować wstęp teoretyczny do ćwiczeń – (w formie prezentacji multimedialnej), omówienie poszczególnych metod, dyskusję. Studenci będą wykonywać eksperymenty zgodnie z instrukcją do ćwiczeń w 2-3 osobowych zespołach w obecności prowadzącego zajęcia. Po wykonanym eksperymencie studenci omawiają i analizują uzyskane wyniki.
|
Całkowity nakład pracy studenta
Godziny realizowane z udziałem nauczycieli (35 godz.):
- udział w ćwiczeniach laboratoryjnych – 30 h
- konsultacje - 5 h
Czas poświęcony na pracę indywidualną studenta (15 godz.):
- przygotowanie do ćwiczeń - 5 h
- przygotowanie do zaliczenia końcowego przedmiotu - 10 h
Łącznie: 50 godzin (2 ECTS)
Efekty uczenia się - wiedza
W1: Definiuje: organizmy transgeniczne, promotor, ekson, intron, terminator, gen reporterowy, mutant, klonowanie, proces rekombinacji in vivo, wektory molekularne, sztuczne chromosomy bakteryjne, podstawowe metody inżynierii genetycznej K_W02, K_W03
W2: Wymienia: etapy rekombinacji in vivo, tworzenia roślin transgenicznych, typy promotorów, geny selekcyjne, metody transformacji, selekcji K_W01, K_W02, K_W15
W3: Wyjaśnia i opisuje: funkcje promotora, terminatora, kodony Start i Stop, różnice w budowie i ekspresji genu pro- i eukariotycznego, metody transformacji, selekcji i regeneracji roślin transgenicznych, różnicę pomiędzy rośliną typu dzikiego, transgeniczną, uciekinierem, chimerą, mechanizmy rekombinacji DNA w organizmach prokariotycznych, budowę sztucznego chromosomu bakteryjnego, enzymy używane w procesie rekombinacji DNA - K_W01, K_W03, - K_W15
W4: Łączy budowę konstruktu genetycznego wprowadzanego do zwierząt/roślin z jego funkcjonalnością - K_W02, K_W21
W5: Ma wiedzę w zakresie selekcji i ukierunkowanej modyfikacji roślin/zwierząt w celu uzyskania nowych cech przydatnych dla człowieka i środowiska K_W07 K_W15
Efekty uczenia się - umiejętności
U1: Planuje, ilustruje i wykonuje modyfikacje przykładowego konstruktu używanego w procesie transgenizacji roślin lub zwierząt - K_U02
U2: Potrafi zaprojektować in silico kasety DNA i przygotować je do procesu rekombinacji, przeprowadzić eksperymenty związane transformacją i regeneracją roślin transgenicznych, wykonać rekombinację DNA w zmodyfikowanych genetycznie szczepach E. coli - K_U01, K_U02, K_U06, K_U10
U3: Analizuje i właściwie interpretuje wyniki uzyskane w pracy eksperymentalnej - K_U013
U4: Obsługuje specjalistyczne urządzenia: komora laminarna, mikroskop świetlny, lupa, mikroskop fluorescencyjny, termocykler, elektroporator, zestaw do elektroforetycznego rozdziału DNA - K_U010
U5: Wykorzystuje komputer do wyszukania nowych informacji w celu przygotowania się do zajęć oraz interpretacji wyników swojej pracy - K_U07
U6: Wyszukuje informacje w języku polskim i angielskim w celu poszerzania wiedzy w zakresie biotechnologii - K_U07, K_U014
Efekty uczenia się - kompetencje społeczne
K1: Jest zdolny do pracy zespołowej - K_K010
K2: Jest odpowiedzialny za bezpieczeństwo pracy własnej i innych oraz umie postępować w stanie zagrożenia. Jest odpowiedzialny za powierzony sprzęt i aparaturę naukową - K_K08, K_K09
K3: Postępuje zgodnie z zasadami etyki - K_K04
K4: Racjonalnie i krytycznie podchodzi do informacji uzyskanej z literatury naukowej, internetu, i innych źródeł masowego przekazu dotyczących GMO, rozumie konieczność pogłębiania wiedzy- K_K01,K_K02,
K5: Jest chętny do popularyzacji wiedzy dotyczącej GMO - K_K06
Metody dydaktyczne
Metody dydaktyczne poszukujące:
- ćwiczenia laboratoryjne będę obejmować wstęp teoretyczny (w formie prezentacji multimedialnej), omówienie poszczególnych metod, dyskusję. Następnie studenci będą wykonywać eksperymenty zgodnie z instrukcją do ćwiczeń w 2-3 osobowych zespołach w obecności prowadzącego zajęcia. Zajęcia muszą być prowadzone w grupie nie więcej niż 8-12 osób, ponieważ wymaga tego metodyka doświadczeń: dostęp do sprzętu i urządzeń laboratoryjnych, a także praca z odczynnikami chemicznymi. Po wykonanym eksperymencie studenci omawiają i analizują uzyskane wyniki.
Metody dydaktyczne podające
- opis
Metody dydaktyczne poszukujące
- ćwiczeniowa
- laboratoryjna
- doświadczeń
Rodzaj przedmiotu
przedmiot fakultatywny
Wymagania wstępne
Znajomość podstaw genetyki, genetyki molekularnej, biochemii, fizjologii roślin
Koordynatorzy przedmiotu
Kryteria oceniania
Zaliczenie ćwiczeń laboratoryjnych jedno pisemne kolokwium kontrolne, obejmujące tematykę zajęć realizowanych na zajęciach oraz oceny za aktywność studenta na zajęciach, ocena końcowa wyliczana jako średnia uzyskanych ocen; 3,0-3,39 – dostateczny, 3,40-3,74 – dostateczny plus, 3,75-4,19 – dobry, 4,20-4,50 – dobry plus, powyżej 4,70 – bardzo dobry.
Ćwiczenia laboratoryjne - zaliczenie pisemne – K_W01, K_W02, K_W04, K_W05, K_W06, K_W07, K_W08, K_W14, K_W16, K_U01, K_U02, K_U03, K_U04, K_U06, K_U08, K_U10
Aktywność (tylko kompetencje) –K_K02, K_K05, K_K06, K_K07K_K11
Praktyki zawodowe
Literatura
Literatura podstawowa:
Malepszy Stefan, Biotechnologia roślin., Wydawnictwo Naukowe PWN, (wydanie I i II), Warszawa, 2001 i 2009
Berg J. M., Stryer L., Tymoczko J. L., Biochemia. Wydawnictwo Naukowe PWN, 2009
Alberts Bruce, Bray Dennis, Hopkin Karen i inni, Podstawy biologii komórki tom 1-2., Wydawnictwo Naukowe PWN, 2009
Alison Elizabeth, Podstawy biologii molekularnej, Wydawnictwo Uniwersytetu Warszawskiego, Warszawa, 2009
Uwagi
|
W cyklu 2022/23L:
|
W cyklu 2023/24L:
|
W cyklu 2024/25L:
|
Więcej informacji
Dodatkowe informacje (np. o kalendarzu rejestracji, prowadzących zajęcia, lokalizacji i
terminach zajęć) mogą być dostępne w serwisie USOSweb: