Biologia molekularna 2600-DM-BM-1-S2

Wykłady:
1. Kwasy nukleinowe – budowa, właściwości i funkcje cząsteczek RNA i DNA, kod genetyczny, modyfikacje potranskrypcyjne
2. Metody badania DNA/RNA – metody izolacji, fragmentowanie, charakteryzowanie fragmentów- elektroforeza, mapy restrykcyjne, znakowanie cząsteczek, metody hybrydyzacyjne
3. Centralny dogmat biologii molekularnej – przepływ informacji genetycznej, pojęcie genu i genomu, budowa chromosomów i struktura genomu eukariotycznego i prokariotycznego
4. Regulacja ekspresji genów u Procaryota i Eucaryota – struktura transkryptu, regulacja transkrypcji, sekwencje regulatorowe i promotorowe, czynniki transkrypcyjnej, usuwanie intronów i regulacja na poziomie RNA, rola niekodujących cząsteczek RNA
5. Replikacja DNA u Procaryota i Eucaryota – enzymy uczestniczące w replikacji, replikacja nici wiodącej i opóźnionej, telomery
6. Wybrane mechanizmy sygnalizacji między i zewnątrzkomórkowej – ligandy i receptory, ścieżki sygnałowe, efektory sygnału
7. Główne osiągnięcia biologii molekularnej – sekwencjonowanie genomów, wybrane modyfikacje genetyczne organizmów, terapia genowa, diagnostyka chorób

Ćwiczenia:
BHP- specyfika pracy w laboratorium biologii molekularnej, zasady pracy zgodne z dobrą praktyką laboratoryjną. Obsługa sprzętu wykorzystywanego w toku trwania ćwiczeń z biologii molekularnej.

Wprowadzenie do klonowania DNA- ligacja fragmentu DNA do wektora plazmidowego (zasady planowania eksperymentu, zastosowanie ligazy T4 i alkalicznej fosfatazy w otrzymywaniu rekombinowanego DNA, budowa wektora plazmidowego, analiza mapy restrykcyjnej) i transformacja komórek E. coli. Porównanie wydajności transformacji z użyciem samodzielnie przygotowanych komórek kompetentnych E.coli oraz komercyjnie dostępnych szczepów komórek kompetentnych. Selekcja rekombinantów po transformacji (test oporności na antybiotyki, indukcja β-galaktozydazy i selekcja na podstawie koloru kolonii na płytkach, przygotowanie kultur płynnych pod izolację plazmidowego DNA)

Izolacja oraz charakterystyka plazmidowego DNA – porównanie różnych technik izolacji (zestaw miniprep oraz liza alkaliczna), oznaczanie stężenia DNA metodą spektrofotometryczną, zastosowanie endonukleaz restrykcyjnych w analizie DNA, elektroforeza DNA w żelu agarozowym, detekcja DNA w świetle UV, analiza wyników – ocena wielkości otrzymanych fragmentów DNA na podstawie wędrówki w żelu

Izolacja i charakterystyka całkowitego RNA z komórek roślinnych – porównanie wydajności różnych technik izolacji, analiza ilościowa (metoda spektrofotometryczna) i jakościowa (elektroforeza żelowa) preparatów RNA, przeprowadzenie reakcji odwrotnej transkrypcji w celu uzyskania matrycy cDNA

Izolacja i charakterystyka genomowego DNA z komórek roślinnych – porównanie wydajności różnych technik izolacji, analiza ilościowa (metoda spektrofotometryczna) i jakościowa (elektroforeza żelowa) preparatów DNA

Odmiany PCR – przebieg reakcji, przygotowanie matryc (cDNA, gDNA, plazmidowy DNA), zasady planowania eksperymentu, zastosowanie PCR do analizy rekombinantów otrzymanych na skutek transformacji – PCR na koloniach bakteryjnych, zastosowanie qPCR jako metody badania ekspresji genów, analiza wyników